สีย้อมที่จับกับดีเอ็นเอจะจับกับ ดีเอ็นเอสายคู่ (dsDNA) ทั้งหมดในกระบวนการ PCR ทำให้ผลผลิตควอนตัมของการเรืองแสงของสีย้อมเพิ่มขึ้น ดังนั้น การเพิ่มขึ้นของผลิตภัณฑ์ดีเอ็นเอในระหว่าง PCR จึงนำไปสู่การเพิ่มขึ้นของความเข้มของการเรืองแสงที่วัดได้ในแต่ละรอบ อย่างไรก็ตาม สีย้อม dsDNA เช่นSYBR Greenจะจับกับผลิตภัณฑ์ PCR dsDNA ทั้งหมด รวมถึงผลิตภัณฑ์ PCR ที่ไม่จำเพาะเจาะจง (เช่นไพรเมอร์ไดเมอร์ ) ซึ่งอาจรบกวนหรือขัดขวางการตรวจสอบลำดับเป้าหมายที่ต้องการได้อย่างแม่นยำ

ในการทำปฏิกิริยา PCR แบบเรียลไทม์โดยใช้สีย้อม dsDNA นั้น จะเตรียมปฏิกิริยาตามปกติ โดยเติมสีย้อม dsDNA เรืองแสงลงไป จากนั้นจึงทำการทดสอบในเครื่อง PCR แบบเรียลไทม์และหลังจากแต่ละรอบการทำงาน จะวัดความเข้มของแสงเรืองแสงด้วยตัวตรวจจับ สีย้อมจะเรืองแสงก็ต่อเมื่อจับกับ dsDNA (เช่น ผลิตภัณฑ์ PCR) เท่านั้น วิธีนี้มีข้อดีคือต้องการเพียงไพรเมอร์คู่เดียวในการขยายสัญญาณ ซึ่งช่วยลดต้นทุน และสามารถตรวจสอบลำดับเป้าหมายหลายลำดับในหลอดทดลองเดียวกันได้โดยใช้สีย้อมชนิดต่างๆ

โพรบ เรืองแสงจะตรวจจับเฉพาะดีเอ็นเอที่มีลำดับเบสที่เข้าคู่กับโพรบเท่านั้น ดังนั้น การใช้โพรบเรืองแสงจึงช่วยเพิ่มความจำเพาะเจาะจงอย่างมาก และทำให้สามารถทำการทดสอบได้แม้จะมีดีเอ็นเอสายคู่ชนิดอื่นอยู่ด้วย การใช้ฉลากสีต่างๆ ทำให้สามารถใช้โพรบเรืองแสงในการทดสอบแบบมัลติเพล็กซ์เพื่อตรวจสอบลำดับเป้าหมายหลายลำดับในหลอดเดียวกันได้ ความจำเพาะของโพรบเรืองแสงยังช่วยป้องกันการรบกวนการวัดที่เกิดจากไพรเมอร์ไดเมอร์ซึ่งเป็นผลพลอยได้ที่ไม่พึงประสงค์ในปฏิกิริยา PCR อย่างไรก็ตาม โพรบเรืองแสงไม่สามารถป้องกันผลยับยั้งของไพรเมอร์ไดเมอร์ ซึ่งอาจลดการสะสมของผลิตภัณฑ์ที่ต้องการในปฏิกิริยาได้

วิธีการนี้อาศัยโพรบที่ทำจากดีเอ็นเอ โดยมีตัวรายงานเรืองแสงอยู่ที่ปลายด้านหนึ่ง และตัวดับการเรืองแสงอยู่ที่ปลายอีกด้านหนึ่งของโพรบ การที่ตัวรายงานอยู่ใกล้กับตัวดับการเรืองแสงมากจะป้องกันการตรวจจับการเรืองแสงของตัวรายงาน การสลายตัวของโพรบโดยกิจกรรมเอ็กโซนิวคลีเอส 5' ถึง 3' ของเอนไซม์Taq polymeraseจะทำลายความใกล้ชิดระหว่างตัวรายงานและตัวดับการเรืองแสง ทำให้เกิดการปล่อยแสงเรืองแสงที่ไม่ถูกดับ ซึ่งสามารถตรวจจับได้หลังจากกระตุ้นด้วยเลเซอร์ ดังนั้น การเพิ่มขึ้นของผลิตภัณฑ์ที่กำหนดเป้าหมายโดยโพรบตัวรายงานในแต่ละรอบของ PCR จึงทำให้การเรืองแสงเพิ่มขึ้นตามสัดส่วนเนื่องจากการสลายตัวของโพรบและการปลดปล่อยตัวรายงาน

1. เตรียม PCR ตามขั้นตอนปกติ (ดูPCR ) และเติมโพรบรายงานผลเข้าไป
2. เมื่อปฏิกิริยาเริ่มต้นขึ้น ในช่วง ขั้นตอน การจับคู่ของ PCR ทั้งโพรบและไพรเมอร์จะจับคู่กับดีเอ็นเอเป้าหมาย
3. กระบวนการสร้างสายดีเอ็นเอใหม่เริ่มต้นจากไพรเมอร์ และเมื่อพอลิเมอเรสไปถึงโพรบ เอนไซม์ 5'-3'-เอ็กโซนิวคลีเอสของพอลิเมอเรสจะย่อยสลายโพรบ ทำให้สารเรืองแสงแยกออกจากสารดับแสง ส่งผลให้ความเรืองแสงเพิ่มขึ้น
4. ฟลูออเรสเซนซ์จะถูกตรวจจับและวัดในเครื่อง PCR แบบเรียลไทม์ และการเพิ่มขึ้นเชิงเรขาคณิตที่สอดคล้องกับการเพิ่มขึ้นแบบเลขชี้กำลังของผลิตภัณฑ์จะถูกนำมาใช้เพื่อกำหนดรอบการหาปริมาณ(C )ในแต่ละปฏิกิริยา

แตกต่างจาก PCR แบบ end point (PCR แบบดั้งเดิม) PCR แบบเรียลไทม์ช่วยให้สามารถตรวจสอบผลิตภัณฑ์ที่ต้องการได้ทุกจุดในกระบวนการขยายสัญญาณโดยการวัดค่าการเรืองแสง (ในกรอบเวลาจริง จะวัดระดับการเรืองแสงเหนือเกณฑ์ที่กำหนด) วิธีการหาปริมาณ DNA ที่ใช้กันทั่วไปโดย PCR แบบเรียลไทม์นั้นอาศัยการพล็อตค่าการเรืองแสงเทียบกับจำนวนรอบบนมาตราส่วนลอการิทึม เกณฑ์สำหรับการตรวจจับการเรืองแสงของ DNA จะถูกตั้งไว้ที่ 3–5 เท่าของค่าเบี่ยงเบนมาตรฐานของสัญญาณรบกวนเหนือพื้นหลัง จำนวนรอบที่ค่าการเรืองแสงเกินเกณฑ์เรียกว่ารอบเกณฑ์ (Ct หรือตามแนวทาง MIQE เรียกว่ารอบการหาปริมาณ( Cq [ ^{1 ] ด้วย}วิธีนี้ ยิ่งปริมาณ mRNA เริ่มต้นมากเท่าใด Cq ก็จะยิ่งต่ำลงเท่านั้น

ในระหว่างขั้นตอนการขยายแบบทวีคูณ ปริมาณของแม่แบบ DNA เป้าหมาย (แอมพลิคอน) จะเพิ่มขึ้นเป็นสองเท่าในแต่ละรอบ ตัวอย่างเช่น ตัวอย่าง DNA ที่มีค่า Cq หน้าตัวอย่างอื่น 3 รอบ จะมี แม่แบบมากกว่า ^2³ = 8 เท่า อย่างไรก็ตาม ประสิทธิภาพของการขยายมักจะแปรผันไปตามไพรเมอร์และแม่แบบ ดังนั้น ประสิทธิภาพของไพรเมอร์และแม่แบบจึงถูกประเมินในการ ทดลอง ไทเทรตด้วยการเจือจางแม่แบบ DNA แบบอนุกรมเพื่อสร้างเส้นโค้งมาตรฐานของการเปลี่ยนแปลงใน(Cq ในแต่ละการเจือจาง จากนั้นจะใช้ ความชันของการถดถอยเชิงเส้นเพื่อกำหนดประสิทธิภาพของการขยาย ซึ่งเท่ากับ 100% หากการเจือจาง 1:2 ส่งผลให้ ความแตกต่างของ ( )เท่ากับ 1 วิธีการเกณฑ์รอบตั้งสมมติฐานเกี่ยวกับกลไกการเกิดปฏิกิริยาหลายประการ และอาศัยข้อมูลจากบริเวณที่มีอัตราส่วนสัญญาณต่อสัญญาณรบกวนต่ำของโปรไฟล์การขยาย ซึ่งอาจทำให้เกิดความแปรปรวนอย่างมากในระหว่างการวิเคราะห์ข้อมูล^{[ 11 ]}

ในการหาปริมาณการแสดงออกของยีน ค่า(C )สำหรับ RNA หรือ DNA จากยีนที่สนใจจะถูกลบออกจากค่า(C )ของ RNA/DNA จากยีนควบคุมในตัวอย่างเดียวกัน เพื่อปรับค่าให้เป็นมาตรฐานสำหรับความแปรผันในปริมาณและคุณภาพของ RNA ระหว่างตัวอย่างต่างๆ ขั้นตอนการปรับค่าให้เป็นมาตรฐานนี้โดยทั่วไปเรียกว่าวิธีΔC t ^{12 ] และ}อนุญาตให้เปรียบเทียบการแสดงออกของยีนที่สนใจระหว่างตัวอย่างต่างๆ อย่างไรก็ตาม สำหรับการเปรียบเทียบดังกล่าว การแสดงออกของยีนอ้างอิงที่ใช้ในการปรับค่าให้เป็นมาตรฐานจะต้องมีความคล้ายคลึงกันมากในทุกตัวอย่าง การเลือกยีนอ้างอิงที่ตรงตามเกณฑ์นี้จึงมีความสำคัญอย่างยิ่ง และมักเป็นเรื่องท้าทาย เนื่องจากมีเพียงไม่กี่ยีนเท่านั้นที่แสดงระดับการแสดงออกที่เท่ากันในสภาวะหรือเนื้อเยื่อที่แตกต่างกัน^{[ 13 ] [ 14 ]}แม้ว่าการวิเคราะห์ค่าเกณฑ์รอบจะถูกรวมเข้ากับระบบซอฟต์แวร์เชิงพาณิชย์หลายระบบ แต่ก็มีวิธีการวิเคราะห์ข้อมูลโปรไฟล์การขยายที่แม่นยำและเชื่อถือได้มากกว่า ซึ่งควรพิจารณาในกรณีที่ความสามารถในการทำซ้ำเป็นสิ่งสำคัญ^{[ 11 ]}

วิธีการหาปริมาณ qPCR แบบอิงกลไกได้รับการแนะนำเช่นกัน และมีข้อดีคือไม่จำเป็นต้องใช้เส้นโค้งมาตรฐานสำหรับการหาปริมาณ วิธีการเช่น MAK2 ^{[ 15 ]}ได้รับการพิสูจน์แล้วว่ามีประสิทธิภาพในการหาปริมาณเท่าเทียมหรือดีกว่าวิธีการใช้เส้นโค้งมาตรฐาน วิธีการแบบอิงกลไกเหล่านี้ใช้ความรู้เกี่ยวกับกระบวนการขยายพอลิเมอเรสเพื่อสร้างค่าประมาณของความเข้มข้นของตัวอย่างดั้งเดิม การขยายแนวทางนี้รวมถึงแบบจำลองที่แม่นยำของโปรไฟล์ปฏิกิริยา PCR ทั้งหมด ซึ่งช่วยให้สามารถใช้ข้อมูลที่มีอัตราส่วนสัญญาณต่อสัญญาณรบกวนสูงและความสามารถในการตรวจสอบคุณภาพข้อมูลก่อนการวิเคราะห์^{[ 11 ]}

จากการวิจัยของ Ruijter et al. ^{[ 16 ]} MAK2 ถือว่าประสิทธิภาพการขยายสัญญาณคงที่ตลอดปฏิกิริยา PCR อย่างไรก็ตาม การวิเคราะห์เชิงทฤษฎีของปฏิกิริยาลูกโซ่พอลิเมอเรส ซึ่ง MAK2 ได้มานั้น แสดงให้เห็นว่าประสิทธิภาพการขยายสัญญาณไม่คงที่ตลอด PCR แม้ว่าการวัดปริมาณด้วย MAK2 จะให้ค่าประมาณความเข้มข้นของ DNA เป้าหมายในตัวอย่างได้อย่างน่าเชื่อถือภายใต้สภาวะ qPCR ปกติ แต่ MAK2 ไม่สามารถวัดความเข้มข้นของเป้าหมายได้อย่างน่าเชื่อถือสำหรับการทดสอบ qPCR ด้วยเครื่องวัดการแข่งขัน

การหาปริมาณการแสดงออกของยีนด้วยวิธีการตรวจจับ DNA แบบดั้งเดิมนั้นไม่น่าเชื่อถือ การตรวจจับmRNAบนแผ่นนอร์เทิร์นบล็อตหรือผลิตภัณฑ์ PCR บนเจลหรือแผ่นเซาเทิร์นบล็อตไม่สามารถหาปริมาณได้อย่างแม่นยำ^{[ 17 ]}ตัวอย่างเช่น ในช่วง 20–40 รอบของ PCR ทั่วไป ปริมาณของผลิตภัณฑ์ DNA จะถึงจุดคงที่ซึ่งไม่สัมพันธ์โดยตรงกับปริมาณ DNA เป้าหมายใน PCR เริ่มต้น^{[ 18 ]}

PCR แบบเรียลไทม์สามารถใช้ในการหาปริมาณกรดนิวคลีอิกได้สองวิธีที่ใช้กันทั่วไป ได้แก่ การหาปริมาณแบบสัมพัทธ์และการหาปริมาณแบบสัมบูรณ์^{[ 19 ]}การหาปริมาณแบบสัมบูรณ์จะให้จำนวนโมเลกุล DNA เป้าหมายที่แน่นอนโดยการเปรียบเทียบกับมาตรฐาน DNA โดยใช้เส้นโค้งสอบเทียบดังนั้นจึงจำเป็นอย่างยิ่งที่ PCR ของตัวอย่างและมาตรฐานจะต้องมีประสิทธิภาพการขยายสัญญาณ เท่า กัน^{[ 20 ]} การหาปริมาณแบบสัมพัทธ์นั้นขึ้นอยู่กับยีนอ้างอิงภายในเพื่อกำหนดความแตกต่างของการแสดงออกของยีนเป้าหมาย การหาปริมาณจะแสดงเป็นการเปลี่ยนแปลงระดับการแสดงออกของ mRNA ที่ตีความว่าเป็นDNA เสริม (cDNA ซึ่งสร้างขึ้นโดยการถอดรหัสย้อนกลับของ mRNA) การหาปริมาณแบบสัมพัทธ์นั้นทำได้ง่ายกว่า เนื่องจากไม่จำเป็นต้องใช้เส้นโค้งสอบเทียบ เพราะปริมาณของยีนที่ศึกษาจะถูกเปรียบเทียบกับปริมาณของยีนอ้างอิงควบคุม

เนื่องจากหน่วยที่ใช้ในการแสดงผลลัพธ์ของการหาปริมาณสัมพัทธ์ไม่สำคัญ ผลลัพธ์จึงสามารถเปรียบเทียบกันได้ระหว่าง RTqPCR ที่แตกต่างกันหลายรายการ เหตุผลในการใช้ยีนควบคุมภายในอย่างน้อยหนึ่งยีนก็เพื่อแก้ไขความแปรปรวนที่ไม่เฉพาะเจาะจง เช่น ความแตกต่างในปริมาณและคุณภาพของ RNA ที่ใช้ ซึ่งอาจส่งผลต่อประสิทธิภาพของการถอดรหัสย้อนกลับและดังนั้นจึงส่งผลต่อกระบวนการ PCR ทั้งหมด อย่างไรก็ตาม สิ่งที่สำคัญที่สุดของกระบวนการนี้คือยีนอ้างอิงต้องมีความเสถียร^{[ 21 ]}

การคัดเลือกยีนอ้างอิงเหล่านี้ดำเนินการตามประเพณีในชีววิทยาโมเลกุลโดยใช้การศึกษาเชิงคุณภาพหรือกึ่งเชิงปริมาณ เช่น การตรวจสอบเจล RNA ด้วยสายตาการวัดความ หนาแน่นของนอร์เทิร์นบล็อต หรือ PCR กึ่งเชิงปริมาณ (PCR จำลอง) ปัจจุบัน ใน ยุค จีโนมสามารถทำการประเมินที่ละเอียดมากขึ้นสำหรับสิ่งมีชีวิตหลายชนิดโดยใช้เทคโนโลยีทรานสคริปโตมิกส์ได้ [ ^{22 ] อย่างไรก็ตาม}งานวิจัยแสดงให้เห็นว่าการขยายยีนอ้างอิงส่วนใหญ่ที่ใช้ในการหาปริมาณการแสดงออกของ mRNA นั้นแตกต่างกันไปตามเงื่อนไขการทดลอง^{[ 23 ] [ 24 ] [ 25 ]}ดังนั้นจึงจำเป็นต้องทำการ ศึกษาเชิงวิธีการ ทางสถิติ เบื้องต้น ที่ถูกต้องเพื่อเลือกยีนอ้างอิงที่เหมาะสมที่สุด

มีการพัฒนาอัลกอริธึมทางสถิติจำนวนหนึ่งที่สามารถตรวจจับยีนหรือยีนใดเหมาะสมที่สุดสำหรับการใช้งานภายใต้เงื่อนไขที่กำหนด อัลกอริธึมเช่น geNORM หรือ BestKeeper สามารถเปรียบเทียบคู่หรือค่าเฉลี่ยเรขาคณิตสำหรับเมทริกซ์ของยีนอ้างอิงและเนื้อเยื่อที่ แตกต่างกัน ^{[ 3 ] [ 5 ]}กระบวนการวิเคราะห์ qPCR ทั้งหมดพร้อมการแพร่กระจายข้อผิดพลาดที่เหมาะสมได้รับการนำไปใช้ใน GenEx

^{การตรวจ PCR เชิงคุณภาพ เพื่อ}การวินิจฉัยถูกนำมาใช้เพื่อตรวจจับกรดนิวคลีอิก อย่างรวดเร็ว ซึ่งใช้ในการวินิจฉัยโรคติดเชื้อ เช่น [ ^{26 ] [ 27 ]}มะเร็งและความผิดปกติทางพันธุกรรม การนำการตรวจ PCR เชิงคุณภาพมาใช้ในห้องปฏิบัติการจุลชีววิทยาทางคลินิกได้ปรับปรุงการวินิจฉัยโรคติดเชื้ออย่างมีนัยสำคัญ^{[ 28 ]}และถูกนำมาใช้เป็นเครื่องมือในการตรวจหาโรคอุบัติใหม่ เช่นเชื้อไข้หวัดใหญ่และไวรัสโคโรนา สายพันธุ์ใหม่ ^{[ 29 ]}ในการทดสอบวินิจฉัย^{[ 30 ] [ 31 ]}

นอกจากนี้ นักจุลชีววิทยาที่ทำงานในด้านความปลอดภัยของอาหาร การเน่าเสียของอาหาร และการหมักยังใช้ PCR เชิงปริมาณ รวมถึงการประเมินความเสี่ยงของจุลินทรีย์ต่อคุณภาพน้ำ (น้ำดื่มและน้ำเพื่อการพักผ่อนหย่อนใจ) และการคุ้มครองสุขภาพของประชาชน^{[ 32 ]}

qPCR อาจใช้เพื่อขยายเครื่องหมายทางอนุกรมวิธานหรือหน้าที่ของยีนใน DNA ที่ได้จากตัวอย่างสิ่งแวดล้อม^{[ 33 ]}เครื่องหมายเหล่านี้แสดงด้วยชิ้นส่วนทางพันธุกรรมของ DNA หรือ DNA เสริม^{[ 33 ]}โดยการขยายองค์ประกอบทางพันธุกรรมบางอย่าง เราสามารถวัดปริมาณขององค์ประกอบนั้นในตัวอย่างก่อนการขยายได้^{[ 33 ]}การใช้เครื่องหมายทางอนุกรมวิธาน (ยีนไรโบโซม) และ qPCR สามารถช่วยกำหนดปริมาณของจุลินทรีย์ในตัวอย่าง และสามารถระบุวงศ์ สกุล หรือสปีชีส์ต่างๆ ได้โดยอาศัยความจำเพาะของเครื่องหมาย^{[ 33 ]}การใช้เครื่องหมายทางหน้าที่ (ยีนที่เข้ารหัสโปรตีน) สามารถแสดงการแสดงออกของยีนภายในชุมชน ซึ่งอาจเปิดเผยข้อมูลเกี่ยวกับสิ่งแวดล้อมได้^{[ 33 ]}

อุตสาหกรรมการเกษตรพยายามอย่างต่อเนื่องที่จะผลิตต้นกล้าหรือต้นกล้าพืชที่ปราศจากเชื้อโรค เพื่อป้องกันการสูญเสียทางเศรษฐกิจและปกป้องสุขภาพ มีการพัฒนาระบบที่ช่วยให้สามารถตรวจจับ DNA ของPhytophthora ramorumซึ่งเป็นโอโอไมซีตที่ฆ่าต้นโอ๊กและพืชชนิดอื่น ๆ ในปริมาณเล็กน้อยที่ปะปนอยู่กับ DNA ของพืชเจ้าบ้าน การแยกแยะระหว่าง DNA ของเชื้อโรคและพืชนั้นอาศัยการขยายลำดับ ITS ซึ่งเป็นสเปเซอร์ที่อยู่ใน บริเวณการเข้ารหัสของยีน ribosomal RNAซึ่งเป็นลักษณะเฉพาะของแต่ละแท็กซอน^{[ 34 ]}นอกจากนี้ยังมีการพัฒนาเทคนิคนี้ในรูปแบบภาคสนามเพื่อระบุเชื้อโรคชนิดเดียวกัน^{[ 35 ]}

qPCR โดยใช้การถอดรหัสย้อนกลับ (RT-qPCR) สามารถใช้ตรวจจับGMOได้ เนื่องจากมีความไวและช่วงไดนามิกในการตรวจจับ DNA ทางเลือกอื่นๆ เช่น การวิเคราะห์ DNA หรือโปรตีน มักมีความไวน้อยกว่า มีการใช้ไพรเมอร์เฉพาะที่ขยายไม่ใช่ทรานส์ยีน แต่เป็นโปรโมเตอร์ เทอ ร์มิเนเตอร์หรือแม้แต่ลำดับกลางที่ใช้ในระหว่างกระบวนการสร้างเวกเตอร์ เนื่องจากกระบวนการสร้างพืชทรานส์เจนิกมักนำไปสู่การแทรกทรานส์ยีนมากกว่าหนึ่งสำเนา ปริมาณของทรานส์ยีนจึงมักถูกประเมินด้วยเช่นกัน ซึ่งมักดำเนินการโดยการหาปริมาณสัมพัทธ์โดยใช้ยีนควบคุมจากสายพันธุ์ที่ได้รับการรักษาซึ่งมีอยู่เพียงสำเนาเดียว^{[ 36 ] [ 37 ]}

ไวรัสสามารถพบได้ในมนุษย์เนื่องจากการติดเชื้อโดยตรงหรือการติดเชื้อร่วม ซึ่งทำให้การวินิจฉัยทำได้ยากโดยใช้เทคนิคแบบดั้งเดิม และอาจส่งผลให้การพยากรณ์โรคและการรักษาไม่ถูกต้อง การใช้ qPCR ช่วยให้สามารถวัดปริมาณและระบุจีโนไทป์ (ลักษณะเฉพาะของสายพันธุ์ ซึ่งดำเนินการโดยใช้เส้นโค้งการหลอมละลาย) ของไวรัส เช่นไวรัสตับอักเสบ Bได้^{[ 38 ]}ระดับของการติดเชื้อ ซึ่งวัดเป็นจำนวนสำเนาของจีโนมไวรัสต่อหน่วยของเนื้อเยื่อของผู้ป่วย มีความสำคัญในหลายกรณี ตัวอย่างเช่น ความน่าจะเป็นที่ไวรัสเริม ชนิด ที่ 1 จะกลับมาทำงานอีกครั้งนั้นสัมพันธ์กับจำนวนเซลล์ประสาท ที่ติดเชื้อ ในปมประสาท^{[ 39 ]}การวัดปริมาณนี้ดำเนินการโดยใช้การถอดรหัสย้อนกลับหรือไม่ใช้ก็ได้ เช่น หากไวรัสรวมเข้ากับจีโนมของมนุษย์ ณ จุดใดจุดหนึ่งในวงจรของมัน เช่นที่เกิดขึ้นในกรณีของHPV (ไวรัส papilloma ในมนุษย์) ซึ่งบางสายพันธุ์มีความเกี่ยวข้องกับการเกิด มะเร็ง ปากมดลูก^{[ 40 ]} Real-time PCR ยังช่วยให้สามารถวัดปริมาณไวรัสไซโตเมกาของมนุษย์ (CMV) ซึ่งพบในผู้ป่วยที่มีภาวะภูมิคุ้มกันบกพร่องหลังจากการปลูกถ่ายอวัยวะหรือไขกระดูก^{[ 41 ]}